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何銘洋 副教授

E-mail: mingyang@ntu.edu.tw
電話: (02) 3366-4534
專長: 光合作用、藍綠菌、微生物學
學歷: 美國賓州州立大學博士

研究室: 生命科學館617室​ (藍綠菌光合作用實驗室)

歡迎對藍綠菌或光合作用有興趣的學生或畢業生加入我們的團隊，在這裡你可以學到微生物、分子生物和生物化學的技術。我們也會實際到野外採取並培養微生物樣本。大學部對實驗室運行和做研究感到好奇的同學，也歡迎寄信給我約時間討論。
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近年研究主題

我們在研究藍綠菌在環境中的多樣性、機制，及應用。我們也對在極端環境下的藍綠菌其特殊的生理生化條件和應用價值很感興趣。

研究室簡介

藍綠菌是現存已知最古老可行光合作用產生氧氣的物種，大約35億年前出現，很有可能是24億年前造成大氧化事件 (Great Oxygenation Event) 的元兇，造成厭氧細菌大量死亡，但也造就之後的生物能利用氧氣行呼吸作用和真核多細胞的出現。現今繁複的物種多樣性，還真的要感謝當初這些海洋中小小的產生氧氣的藍綠菌呢！


科學家對於藍綠菌的研究從基礎研究到應用層面上都有，可說是非常多元。我希望在植物科學研究所的期間可以針對三個主題深入探討：(1) 藍綠菌在生態系中扮演的角色 (2) 遠紅光光合作用的機制 (3) 藍綠菌的應用價值。


藍綠菌的生長範圍很廣，從海洋一直到陸地，甚至是極端氣候諸如沙漠，溫泉和南極，都可以找到他們的蹤跡。台灣的地理環境包括濕度和溫度都很適合陸域生態系中的藍綠菌生長，並且因為海洋的隔離，陸域淡水的藍綠菌極有可能演化出特有性狀，再加上台灣具有溫泉濕地等特殊環境，是絕佳研究環境中藍綠菌的場所。我希望可以在台灣的這些地理環境中，結合metagenomics, 菌種分離，和生理生長分析，研究這些環境中的藍綠菌適應環境的策略方法。


遠紅光是太陽光中重要的能量，卻少有物種可以利用遠紅光行光合作用產生氧氣，而我們研究的藍綠菌正是其中之一。人們一直以來不認為遠紅光可以催化光合作用放出氧氣。我們的目的為讓大眾了解遠紅光在環境下的生產力和重要性，進而重新評估全球初級生產力。除了研究遠紅光調控之啟動子可提供一個合成生物學的工具之外，釐清藍綠菌利用遠紅外光的能力更有助於在生物反應器中缺乏可見光的條件下維持光合作用的效率，提升合成生質能或高價產物的產量。我們的最終目標為把利用遠紅光的系統轉移到榖類作物，幫助它們在互相遮蔭的情況下吸收更多的光，進而增加光合作用效率和產量。


背景知識

在不容易接收到可見光的情況下，利用遠紅光行光合作用對藍綠菌是一個很重要的機制。


有些藍綠菌在可見光不足時能利用遠紅光行光合作用放出氧氣。這個機制稱為遠紅光轉換 (FaRLiP)。遠紅光轉換會產生葉綠素d和葉綠素f，並改裝光合系統一、光合系統二和藻膽蛋白體來吸收遠紅光。這些基因形成一個遠紅光基因簇，他們的表現被光敏素RfpA、RfpC，和轉錄因子RfpB所調控。

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Figure 1. 葉綠素 d 和 f 可以幫助一些藍綠菌吸收太陽光中可見光外的波段行光合作用
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Figure 2. FaRLiP的調控機制
(modified from Ho et al., 2017 代表著作8).
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Figure 3. FaRLiP 基因簇在五個藍綠菌的taxonomic groups中皆有發現 (modified from Gan et al., 2014).

Gan, F., Zhang, S., Rockwell, N. C., Martin, S. S., Lagarias, J. C., and Bryant, D. A. (2014) Extensive remodeling of a cyanobacterial photosynthetic apparatus in far-red light. Science 345, 1312-1317

代表著作 

  1. Nien T-S, Chan T-H, Li Y-Y, Liu T-S, Shiau Y-J, Ho M-Y# (2024) Two cyanobacterial species exhibit stress responses when grown together in visible light or far-red light. mSphere. e00251-24 (link)

  2. Jiang H-W, Wu H-Y, Wang C-H, Yang C-H, Ko J-T, Ho H-C, Tsai M-D, Bryant DA, Li F-W, Ho M-C#, Ho M-Y#(2023) A structure of the relict phycobilisome from a thylakoid-free cyanobacterium. Nat. Commun. 14, 8009. (#co-corresponding author) (link)

  3. Ko, J.-T.,  Li, Y.-Y.,  Chen, P.-Y.,  Liu, P.-Y., &  Ho, M.-Y. (2023).  Use of 16S rRNA gene sequences to identify cyanobacteria that can grow in far-red light. Molecular Ecology Resources,  00,  1–15. (link)

  4. Liu T-S*, Wu K-F*, Jiang H-W, Chen K-W, Nien T-S, Bryant DA, Ho M-Y. (2023) Identification of a far-red light-inducible promoter that exhibits light intensity dependency and reversibility in a cyanobacterium. ACS Synth. Biol.accepted.  (*co-first author) (link)

  5. Nien T-S, Bryant DA, Ho M-Y (2022) Use of quartz sand columns to study far-red light photoacclimation (FaRLiP) in cyanobacteria. Appl. Environ. Microbiol. 88, e00562-22. (link)

  6. Rahmatpour, N, Hauser, DA, Nelson, JM, Chen, PY, Villarreal, AJ, Ho, M-Y, and Li, FW (2021). A novel thylakoid-less isolate fills a billion-year gap in the evolution of Cyanobacteria. Curr Biol. (link)

  7. Tros M, Bersanini L, Shen G, Ho M-Y, Stokkum IHM, Bryant DA, Croce R. (2020) Harvesting far-red light: Functional integration of chlorophyll f into Photosystem I complexes of Synechococcus sp. PCC 7002. Biochim. Biophys. Acta. doi: 10.1016/j.bbabio.2020.148206 (link)

  8. Gisriel C, Shen G, Kurashov V, Ho M-Y, Zhang S, Williams D, Golbeck JH, Fromme P, Bryant DA. (2020) Structure of photosystem I acclimated to far-red light. Sci. Adv. 6, eaay6415. (link)

  9. Bryant DA, Shen G, Turner GM, Soulier N, Laremore TN, Ho M-Y. (2020) Far-red light allophycocyanin subunits play a role in chlorophyll d accumulation in far-red light. Photosynth. Res. 143, 81-95

  10. Ho M-Y, Niedzwiedzki DM, MacGregor-Chatwin C, Gerstenecker G, Hunter CN, Blankenship RE, and Bryant DA. (2019) Extensive remodeling of the photosynthetic apparatus alters energy transfer among photosynthetic complexes when cyanobacteria acclimate to far-red light. Biochim. Biophys. Acta. doi: 10.1016/j.bbabio.2019.148064

  11. Ho M-Y and Bryant DA. (2019) Global transcriptional profiling of the cyanobacterium Chlorogloeopsis fritschii PCC 9212 in far-red light: insights into the regulation of chlorophyll d synthesis. Front. Microbiol. 10, 465. doi: 10.3389/fmicb.2019.00465

  12. Kourashov V, Ho M-Y, Shen G, Piedl K, Laremore TN, Bryant DA, and Golbeck JH. (2019) Energy transfer from chlorophyll f to the trapping center in naturally-occurring and engineered Photosystem I complexes. Photosynth. Res. 141, 151-163

  13. Shen G, Canniffe DP, Ho M-Y, Kurashov V, Golbeck JH, and Bryant DA. (2019) Characterization of chlorophyll f synthase heterologously produced in Synechococcus sp. PCC 7002. Photosynth. Res. 140, 77-92

  14. Ho M-Y*, Soulier NT*, Canniffe DP, Shen G, and Bryant DA. (2017) Light regulation of pigment and photosystem biosynthesis in cyanobacteria. Curr. Opin. Plant. Biol. 37, 24-33. (*co-first author)

  15. Ho M-Y, Gan F, Shen G, Zhao C, and Bryant DA. (2017) Far-red light photoacclimation (FaRLiP) in Synechococcus sp. PCC 7335: I. Regulation of FaRLiP gene expression. Photosynth. Res. 131, 173-186.

  16. Ho M-Y, Gan F, Shen G, and Bryant DA. (2017) Far-red light photoacclimation (FaRLiP) in Synechococcus sp. PCC 7335: II. Characterization of phycobiliproteins produced during acclimation to far-red light. Photosynth. Res. 131, 187-202.

  17. Ho M-Y, Shen G, Canniffe DP, Zhao C, Bryant DA. (2016) Light-dependent chlorophyll f synthase is a highly divergent paralog of PsbA of Photosystem II. Science 353, aaf9178.

  18. Hung C-H, Ho M-Y, Kanehara K, and Nakamura Y. (2013) Functional study of diacylglycerol acyltransferase type 2 family in Chlamydomonas reinhardtii. FEBS Lett. 587, 2364-2370.

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